Klonale Hämatopoese bei Patienten mit anti-neutrophiler zytoplasmatischer Antikörper-assoziierter Vaskulitis | Haematologica

Klonale Hämatopoese mit unbestimmtem Potenzial (CHIP) – definiert durch das Vorhandensein einer somatischen hämatologischen krebsassoziierten Genmutation mit einer Variantenallelhäufigkeit von ≥2% – tritt im peripheren Blut von mindestens 10% der Patienten mit von Personen älter als 60 Jahre ohne Vorgeschichte einer hämatologischen Störung.21 Mutationen betreffen hauptsächlich epigenetische Regulatoren der Transkription DNMT3A, TET2 und ASXL1, was zu einem Wettbewerbsvorteil mutierter hämatopoetischer Stammzellen mit einer anschließenden Differenzierungsneigung gegenüber dem myeloischen Kompartiment führt.43 Die Häufigkeit von CHIP nimmt mit zunehmendem Alter zu und ist mit einem höheren Risiko verbunden, hämatologische Malignome und Herz-Kreislauf-Erkrankungen zu entwickeln, was zu einer erhöhten Gesamtmortalität führt.5

Anhand eines Mausmodells mit Tet2-defizienten Makrophagen konnte gezeigt werden, dass Atherosklerose und koronare Herzkrankheit durch CHIP über eine veränderte Inflammasomfunktion gesteuert werden, was zu erhöhten proinflammatorischen Zytokinspiegeln führt.6 Unsere Gruppe hat kürzlich eine Korrelation zwischen DNMT3A-Mutationen und chronischer Graft-versus-Host-Erkrankung festgestellt, die einen weiteren Beweis für eine wichtige Rolle von CHIP bei chronischen Entzündungsreaktionen liefert.7 Über die Rolle des CHIPS bei Autoimmunerkrankungen ist jedoch wenig bekannt. Eine Studie an 56 Patienten mit rheumatoider Arthritis zeigte keine Korrelation von CHIP mit der Krankheitsaktivität.8 Anti-neutrophile cytoplasmatische Antikörper (ANCA) -assoziierte Autoimmunvaskulitide (AAV) umfassen eine Vielzahl von nekrotisierenden Vaskulitiden, einschließlich Granulomatose mit Polyangiitis und mikroskopischer Polyangiitis, und sind durch schwere kleine Gefäßentzündungen gekennzeichnet, die möglicherweise jedes Organsystem betreffen. ANCA sind gegen die Autoantigene Myeloperoxidase (MPO) und Proteinase 3 (PR3) gerichtet. Bei der Bindung an ihre Zelloberflächen-exprimierten Antigene provozieren ANCA-IgG eine unkontrollierte Aktivierung von Neutrophilen und Monozyten, was zu Endothelschäden und Endorganversagen führt. Bei den meisten Individuen kann die höchste Mutationslast von CHIP in myeloischen Zellen gefunden werden,4 die die einzigen Autoantigen-exprimierenden primären Responderzellen in AAV sind. Darüber hinaus spielen TET2 und DNMT3A eine zentrale Rolle beim Gen-Silencing, indem sie die DNA-Methylierung regulieren. Tatsächlich wurde über ein defektes Gen-Silencing in myeloischen Zellen von AAV-Patienten berichtet. Dieser dysregulierte Prozess umfasste die ANCA-Autoantigene und korrelierte mit dem Rückfallrisiko.119

Zusammenfassend unterstützen die jüngsten Daten die Idee potenzieller Zusammenhänge zwischen CHIP und Autoimmunerkrankungen / Entzündungszuständen in Bezug auf Pathogenese und klinische Ergebnisse. Wir charakterisierten daher CHIP in einer großen Kohorte von Patienten mit AAV und untersuchten Prävalenz, dynamische Veränderungen im Laufe der Zeit, Organmanifestationen, ANCA-Antigen-Silencing und ANCA-induzierte In-vitro-Aktivierung.

Wir sammelten periphere Blutproben von Patienten mit AAV, die zwischen April 2005 und Oktober 2018 in den nephrologischen Ambulanzen und Stationen der Charité / HELIOS (Berlin, Deutschland) gesehen wurden. Die demografischen und klinischen Daten der Patienten wurden aus ihren Krankenakten extrahiert. Alle Patienten gaben ihre schriftliche Einverständniserklärung zur Aufnahme in die Studie ab, die gemäß der Erklärung von Helsinki durchgeführt wurde. Die ethische Genehmigung wurde von den lokalen Ethikkommissionen eingeholt.

Vollblut-DNA wurde mit einer angepassten Version des Illumina TruSight Myeloid Sequencing Panels (Online Supplementary Table S1) auf einem NextSeq Sequencer auf CHIP untersucht. Die Sequenzanalyse wurde mit einem Sequenzierungshub der Illumina BaseSpace-Plattform durchgeführt. Nur nonsynonyme Varianten mit Allelfrequenzen ≥2% wurden eingeschlossen. Kandidatenvarianten wurden durch gezielte Tiefensequenzierung (Online-Ergänzungsmethoden) validiert. Insgesamt wurden 46 somatische Mutationen bei 34 von 112 AAV-Patienten (30,4%) mit einer medianen Variantenallelhäufigkeit von 5 identifiziert.2% (Online-Ergänzungstabelle S2). Während 25 Patienten eine einzige Mutation hatten, hatten acht zwei und ein Patient hatte fünf. Die am häufigsten mutierten Gene waren DNMT3A (19/46=39,1%), TET2 (7/46=15,2%) und ASXL1 (4/46=8,7%) (Abbildung 1A). Unter den 46 Mutationen waren 26 Missense, 18 Truncating und zwei Splice-Site-Mutationen. Die häufigste Basenänderung bei Missense-Mutationen war C > T (16/30) (Online Ergänzende Abbildung S1).

Im Vergleich zu zuvor berichteten Prävalenzen von CHIP in nicht ausgewählten Kontrollkohorten ähnlichen Alters und Sequenzierungstechnologie, 15128743 Die CHIP-Prävalenz bei AAV-Patienten war signifikant höher (30,4% vs. 13,5%, P < 0,001) (Abbildung 1C, Online Ergänzende Tabelle S3). Unter Berücksichtigung der verschiedenen Sequenzierungstechnologien, die in diesen Studien verwendet wurden, untersuchten wir eine alters- und geschlechtsspezifische Kontrollkohorte von 112 gesunden Personen, von denen 22 Mutationen bei 20 Probanden gefunden wurden (gesunde Kontrollen vs. AAV-Patienten: 17,9% vs. 30,4%, P = 0.042) (Online-Ergänzungstabelle S4, Online-Ergänzungsabbildungen S2-S4). Bemerkenswert ist, dass wir einen relevanten Anteil an AAV-Patienten mit CHIP im Alter von ≤55 Jahren fanden (6/33 = 18,2%) (Abbildung 1B). Follow-up-periphere Blutproben wurden für 19 CHIP AAV Patienten zur Verfügung. Das mediane Follow-up betrug 2,3 Jahre (Spanne 0,3-10,9 Jahre). Die Mutationslast von Serienproben dieser 19 Patienten zu zwei bis vier Zeitpunkten wurde durch tiefe Sequenzierung quantifiziert.171674 Während fünf Patienten eine relevante Zunahme der Klongröße zeigten, hatten zwei Patienten leicht abnehmende Klone und 12 Patienten zeigten keine Veränderung der Klongröße im Laufe der Zeit (Abbildung 1D, Online Ergänzende Abbildung S5). Als nächstes untersuchten wir eine Follow-up-Probe von jedem der 20 CHIP-Patienten, die 2 bis 10 Jahre nach der ersten Probe gesammelt wurden. Keine der 20 Follow-up-Proben zeigte eine neue Mutation.

Explorative statistische Analysen wurden durchgeführt, um Assoziationen zwischen CHIP und klinischen Parametern zu identifizieren (76 Patienten mit Granulomatose mit Polyangiitis und 34 mit mikroskopischer Polyangiitis). CHIP-Patienten waren signifikant älter als CHIP-Patienten (Median 70,5 vs. 63,0 Jahre, P = 0,017). Die Prävalenz von CHIP war bei Patienten, die vor der Probenahme eine immunsuppressive Behandlung erhalten hatten (100% Steroide, 90% Cyclophosphamid, 20% Rituximab, 16% Azathioprin, 13% Methotrexat), nicht höher. In Bezug auf den CHIP-Status wurden keine Unterschiede in Bezug auf Blutbild, Erythrozytenverteilungsbreite, Kreatininspiegel, Komorbiditäten, Entwicklung von Malignomen, Krankheitsaktivitätsstatus und AAV-Rückfallrisiko beobachtet. Die Krankheitsmanifestationsmuster unterschieden sich jedoch: CHIP-Patienten, die von Granulomatose mit Polyangiitis betroffen waren, zeigten weniger Nierenerkrankungen (68,2% vs. 88,5%, P = 0,049) und eine Beteiligung des Nervensystems (0% vs. 19,2%, P = 0,028) (Online-Ergänzungstabellen S5-S8, Online-Ergänzungsabbildungen S6-S8).

Als nächstes wollten wir das ANCA-Antigen-Silencing und die ANCA-induzierte In-vitro-Aktivierung untersuchen. Zu diesem Zweck wurden In-vitro-Neutrophilenstimulationsassays unter Verwendung von Dihydrorhodaminoxidation mit monoklonalen Antikörpern gegen die ANCA-Antigene MPO und PR3 durchgeführt in einer Untergruppe von AAV-Patienten und gesunden Kontrollen (Online-Ergänzungsmethoden), die negativ auf CHIP getestet worden waren. Eine reduzierte Aktivierung wurde bei CHIP im Vergleich zu CHIP-AAV-Patienten beobachtet (Anti-MPO: Stimulationsindex: 6,29 vs. 13,01, P=0,057; Anti-PR3: Stimulationsindex 7,72 vs. 13,00, P=0.026) (Abbildung 2A), während kein Unterschied im Membranexpressionsindex oder Prozentsatz positiver Zellen beobachtet wurde (Abbildung 2B, C). Zusätzlich wurden periphere Blut-mRNA-Spiegel von PR3, MPO, CD177, RUNX3 und JMJD3 durch quantitative Polymerasekettenreaktion gemessen. CHIP-AAV-Patienten zeigten eine erhöhte Expression von MPO- und PR3-mRNA im Vergleich zu gesunden Kontrollen (MPO: 1,94 vs. 0,86, P = 0,026; PR3: 2,02 vs. 0,58, P = 0,057), ein Unterschied, der bei CHIP-Patienten weniger offensichtlich war. CHIP-AAV-Patienten zeigten jedoch eine reduzierte Expression von RUNX3-mRNA im Vergleich zu gesunden Kontrollen (0.28 vs. 0,79, P=0,007) (Abbildung 2). Aufgrund der geringen Patientenzahlen konnten wir die AAV-Patienten nicht weiter nach betroffenen Genen oder Variantenallelhäufigkeiten unterteilen und konnten daher ihre potenziellen Auswirkungen auf unsere Befunde nicht bewerten (Online-Ergänzungstabelle S9). Darüber hinaus könnten signifikante Unterschiede in der Neutrophilen- und Lymphozytenzahl zwischen AAV-Patienten und gesunden Kontrollen unsere Ergebnisse beeinflusst haben und die Fähigkeit einschränken, verallgemeinerte Schlussfolgerungen zu ziehen (Online-Ergänzungstabelle S10).

In summary, we detected CHIP in 34 out of 112 patients (30.4%), eine signifikant höhere Prävalenz als in gesunden Kohorten und in unserer altersgerechten Kontrollgruppe berichtet, aber vergleichbar mit erhöhten Häufigkeiten bei Patienten mit Krebs,12 aplastischer Anämie18 und Herz-Kreislauf-Erkrankungen.5 Während eine veränderte Entzündungssignalisierung als Mechanismus vorgeschlagen wurde, der der Assoziation von myelodysplastischen Syndromen mit Autoimmunerkrankungen / Entzündungszuständen zugrunde liegt,19 könnte ein ähnlicher Mechanismus CHIP mit solchen Zuständen und insbesondere mit AAV in Verbindung bringen. Eine dysregulierte ANCA-Autoantigen-Transkription wird häufig bei AAV beobachtet und kann durch CHIP verändert werden. Interessanterweise zeigten CHIP-, aber nicht CHIP-AAV-Patienten eine zuvor berichtete Regulation der Autoantigen-mRNA-Expression.119 Dieser ziemlich überraschende Befund legt nahe, dass die hochregulierte ANCA-Antigenexpression vermutlich ein sekundäres Phänomen in AAV ist, das durch entzündliche Signale induziert wird, die in Chipzellen defekt sind. Dementsprechend wurde bei CHIP-Patienten eine verminderte ANCA-induzierte Neutrophilen-Aktivierung beobachtet. Interessanterweise haben wir zuvor gezeigt, dass die ANCA-induzierte Produktion reaktiver Sauerstoffspezies eine wichtige Rolle bei der Herunterregulierung der Inflammasomaktivierung durch oxidative Hemmung der Inflammasom-Caspase-1-Interleukin-1β-Kaskade spielt.20 Die verminderte Produktion reaktiver Sauerstoffspezies durch die Neutrophilen, die wir gefunden haben, könnte daher zu einer überaktiven Aktivierung des Inflammasoms beitragen und dadurch die Pathogenese von AAV beeinflussen. Klinisch fanden wir weniger renale und neuronale Manifestationen bei CHIP-Patienten, was die Idee unterstützt, dass CHIP als Krankheitsmodifikator in AAV fungiert.

In der Längsschnittanalyse zeigten mehr als 25% der Patienten eine Zunahme der Klongröße im Laufe der Zeit, ohne dass eine bestimmte Behandlung einen signifikanten Einfluss auf die Klonexpansion hatte. Die CHIP-Häufigkeit war bei Patienten, die zuvor mit Immunsuppressiva / zytotoxischen Mitteln behandelt und nicht auf Mutationen angereichert wurden, die an der DNA-Schadensreaktion beteiligt waren, nicht erhöht (Online-Ergänzungstabelle S11). Es erscheint daher unwahrscheinlich, dass die hohe Prävalenz von CHIP lediglich eine Folge der zytotoxischen Behandlung ist und zusammen mit den expandierenden Klongrößen eine genauere Überwachung der betroffenen AAV-Patienten aufgrund des bekannten Risikos einer Progression zu myelodysplastischen Syndromen oder akuter myeloischer Leukämie rechtfertigt.1513

Insgesamt zeigen unsere Daten eine neue Assoziation von AAV mit CHIP mit potenziell krankheitsmodifizierenden Wirkungen, wie sie für die Neutrophilenaktivierung, die Autoantigen-Transkriptionsregulation und die Organmanifestation gezeigt wurden. Wir erkennen an, dass die P-Werte angesichts der mehreren Tests nicht den globalen Typ-I-Fehler darstellen. Zukünftige Studien und funktionelle Untersuchungen sind nun gerechtfertigt, um diese Ergebnisse zu bestätigen und die molekularen Mechanismen zu entschlüsseln.

Genovese G, Kahler AK, Handsaker RE. Klonale Hämatopoese und Blutkrebsrisiko aus Blut-DNA-Sequenz abgeleitet. In: N Engl J Med. 2014; 371(26):2477-2487. PubMedhttps://doi.org/10.1056/NEJMoa1409405Google Scholar
Steensma DP, Bejar R, Jaiswal S. Klonale Hämatopoese mit unbestimmtem Potenzial und ihre Unterscheidung von myelodysplastischen Syndromen. Blut. 2015; 126(1):9-16. PubMedhttps://doi.org/10.1182/Blut-2015-03- 631747Google Scholar
Buscarlet M, Provost S, Zada YF. DNMT3A und TET2 dominieren die klonale Hämatopoese und zeigen gutartige Phänotypen und unterschiedliche genetische Prädispositionen. Blut. 2017; 130(6):753-762. PubMedhttps://doi.org/10.1182/Blut-2017-04- 777029Google Scholar
Arends CM, Galan-Sousa J, Hoyer K. Hämatopoetische Linienverteilung und evolutionäre Dynamik der klonalen Hämatopoese. Leukämie. 2018; 32(9):1908-1919. PubMedhttps://doi.org/10.1038/s41375-018-0047-7Google Scholar
Jaiswal S, Natarajan P, Silver AJ. Clonal hematopoiesis and risk of atherosclerotic cardiovascular disease. N Engl J Med. 2017; 377(2):111-121. PubMedhttps://doi.org/10.1056/NEJMoa1701719Google Scholar
Fuster JJ, MacLauchlan S, Zuriaga MA. Clonal hematopoiesis associated with TET2 deficiency accelerates atherosclerosis development in mice. Science. 2017; 355(6327):842-847. PubMedhttps://doi.org/10.1126/science.aag1381Google Scholar
Frick M, Chan W, Arends CM. Rolle der klonalen Hämatopoese des Spenders bei der allogenen hämatopoetischen Stammzelltransplantation. In: J Clin Oncol. 2019; 37(5):375-385. PubMedGoogle Scholar
Savola P, Lundgren S, Keranen MAI. Klonale Hämatopoese bei Patienten mit rheumatoider Arthritis. Blutkrebs J. 2018; 8(8): 69. Google Scholar
Ciavatta DJ, Yang J, Preston GA. Epigenetische Grundlage für die aberrante Hochregulation von Autoantigen-Genen beim Menschen mit ANCA-Vaskulitis. In: J Clin Invest. 2010; 120(9):3209-3219. PubMedhttps://doi.org/10.1172/JCI40034Google Scholar
Jones BE, Yang J, Muthigi A. Gene-specific DNA methylation changes predict remission in patients with ANCA-associated vasculitis. J Am Soc Nephrol. 2017; 28(4):1175-1187. PubMedhttps://doi.org/10.1681/ASN.2016050548Google Scholar
McInnis EA, Badhwar AK, Muthigi A. Dysregulation of autoantigen genes in ANCA-associated vasculitis involves alternative transcripts and new protein synthesis. J Am Soc Nephrol. 2015; 26(2):390-399. PubMedhttps://doi.org/10.1681/ASN.2013101092Google Scholar
Coombs CC, Zehir A, Devlin SM. Therapiebedingte klonale Hämatopoese bei Patienten mit nicht-hämatologischen Krebserkrankungen ist häufig und mit unerwünschten klinischen Ergebnissen verbunden. Stammzellen. 2017; 21(3):374-382.e4. PubMedhttps://doi.org/10.1016/j.stem.2017.07.010Google Scholar
Desai P, Mencia-Trinchant N, Savenkov O. Somatische Mutationen gehen der akuten myeloischen Leukämie Jahre vor der Diagnose voraus. Nat Med. 2018; 24(7):1015-1023. PubMedhttps://doi.org/10.1038/s41591-018-0081- zGoogle Scholar
Gibson CJ, Lindsley RC, Tchekmedyian V. Klonale Hämatopoese im Zusammenhang mit unerwünschten Ergebnissen nach autologer Stammzelltransplantation bei Lymphomen. In: J Clin Oncol. 2017; 35(14):1598-1605. PubMedGoogle Scholar
Abelson S, Collord G, Ng SWK. Vorhersage des akuten myeloischen Leukämierisikos bei gesunden Personen. Natur. 2018; 559(7714):400-404. Google Scholar
Christen F, Hoyer K, Yoshida K. Genomische Landschaft und klonale Evolution der akuten myeloischen Leukämie mit t (8;21): eine internationale Studie an 331 Patienten. Blut. 2019; 133(10):1140-1151. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blut-2018-05- 852822Google Scholar
Damm F, Mylonas E, Cosson A. Erworbene initiierende Mutationen in frühen hämatopoetischen Zellen von CLL-Patienten. Krebs Discov. 2014; 4(9):1088-1101. PubMedhttps://doi.org/10.1158/2159-8290.CD-14-0104Google Scholar
Yoshizato T, Dumitriu B, Hosokawa K. Somatische Mutationen und klonale Hämatopoese bei aplastischer Anämie. In: N Engl J Med. 2015; 373(1):35-47. PubMedhttps://doi.org/10.1056/NEJMoa1414799Google Scholar
Sallman DA, Liste A. Die zentrale Rolle der Entzündungssignalisierung bei der Pathogenese myelodysplastischer Syndrome. Blut. 2019; 133(10):1039-1048. PubMedhttps://doi.org/10.1182/blood-2018-10-844654Google Scholar
Schreiber A, Luft FC, Kettritz R. Phagocyte NADPH oxidase restrains the inflammasome in ANCA-induced GN. J Am Soc Nephrol. 2015; 26(2):411-424. PubMedhttps://doi.org/10.1681/ASN.2013111177Google Scholar

Schreibe einen Kommentar Antworten abbrechen