Un aperçu de la chimiogénétique

En raison des développements importants des techniques de neurosciences, les chercheurs sont maintenant en mesure d’exploiter sélectivement les systèmes neuronaux chez les animaux conscients, grâce à des méthodes émergentes appelées chimiogénétique et optogénétique. Ces méthodes aident à explorer les circuits neuronaux sous-jacents aux comportements complexes dans la maladie et la santé.

La chimiogénétique et l’optogénétique présentent des similitudes dans leur approche de la modification de l’activité neuronale; par exemple, dans les deux techniques, des canaux ioniques ou des récepteurs modifiés doivent être introduits dans des régions cérébrales particulières, par l’expression de plasmides ou des systèmes vectoriels viraux. En optogénétique, les canaux ioniques sensibles à la lumière bactérienne doivent être exprimés et les fibres optiques doivent également être utilisées ultérieurement pour inhiber ou activer l’activité neuronale in vivo ou in vitro (Boyden et al., 2005; Zhang et coll., 2007).

Bien que cette méthode offre un contrôle temporel supérieur de l’activité neuronale in vivo, elle est connue pour être intrinsèquement invasive et nécessite une implantation cérébrale de fibres optiques. La chimiogénétique, en revanche, n’a pas besoin d’implant chronique mais conserve le potentiel de contrôler l’activité neuronale. Ceci est accompli en administrant des ligands, sélectifs pour les canaux ioniques ou les récepteurs modifiés, qui sont par ailleurs inertes (Armbruster et al., 2007; Campbell & Marchant, 2018). Le tableau 1 montre les principales caractéristiques de la chimiogénétique et de l’optogénétique.

Tableau 1. Chimiogénétique vs optogénétique

Histoire et développement

RASSLs

La chimiogénétique fait référence à l’utilisation de canaux ioniques ou de récepteurs génétiquement modifiés et aux ligands sélectifs activant ces récepteurs pour faciliter la manipulation de l’activité neuronale. Dans ce contexte, les récepteurs couplés aux protéines G (RCPG) ont été le fer de lance du développement de la chimiogénétique, et l’article original définissant les RCPG qui ne réagissent qu’aux ligands synthétiques a été publié en 1998.

Ces récepteurs — connus sous le nom de Récepteurs activés uniquement par un Ligand synthétique (RASSLs) – ont été efficacement appliqués in vivo, par exemple, pour contrôler à distance l’activité cardiaque. Malgré cela, l’application des RASSL en neurosciences a été limitée par l’activité endogène des récepteurs en l’absence de leur ligand particulier et l’activité pharmacologique des ligands in vivo (Coward et al., 1998; Sternson & Roth, 2014).

DREADDs

Ces dernières années ont vu le développement de Récepteurs de Concepteur Activés Exclusivement par des Médicaments de Concepteur (DREADDS). Les récepteurs muscariniques humains mutés stimulés uniquement par des ligands inertes ont été les premiers DREADDS à être développés (Armbruster et al., 2007). Grâce à plusieurs cycles de mutagenèse et de criblage contre le ligand biologiquement inerte Clozapine N-oxyde (CNO), des récepteurs muscariniques couplés à la voie de signalisation intracellulaire Gaq ont été identifiés.Les récepteurs

couplés à cette voie sont capables d’activer l’activité neuronale en réponse au CNO. De faibles concentrations de CNO activent les trois Gaq-DREADDs – hM1Dq, hM3Dq et hM5Dq (Roth, 2016). De plus, la même étude a révélé que hM4Di et hM2Di peuvent inhiber l’activité neuronale via leur couplage aux voies de signalisation intracellulaires Gai. Ces DREADDs inhibitrices répondent également au CNO (Armbruster et al., 2007; Figure 1).

Figure 1. Mécanisme d’action des ligands DREADD. La liaison des ligands DREADD aux Gaq-DREADDs provoque un déclenchement neuronal, tandis que la liaison aux Gai-DREADDs entraîne une inhibition de l’activité neuronale. Le dichlorhydrate de N-oxyde de Clozapine et l’agoniste de DREADD 21 sont des agonistes de DREADD muscariniques non sélectifs et peuvent donc activer ou inhiber l’activité neuronale, en fonction du récepteur spécifique exprimé. La salvinorine B est sélective pour le récepteur KORD, qui est couplé à la signalisation GaI, ce qui entraîne une inhibition de l’activité neuronale. Crédit d’image: Tocris Bioscience

La liaison entre les Gaq-DREADDs et le CNO provoque la stimulation de la phospholipase C (PLC), qui catalyse la conversion du phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate (PIP2) en 1,2-diacylglycérol (DAG) et de l’inositol 1,4,5-trisphosphate (IP3). Les deux DAG et IP3 possèdent des fonctions messagères secondaires: ce dernier se lie à ses récepteurs pour déclencher la libération de Ca2 + à partir des réserves intracellulaires, tandis que le premier stimule diverses formes de protéine kinase C (PKC).

La liaison entre Gai-DREADDs et CNO provoque l’inhibition de l’adénylyl cyclase (AC), entraînant une diminution des taux d’AMPc intracellulaires. Étant donné que l’EPAC et la protéine kinase A (PKA) sont activées par l’AMPc, l’action du CNO au niveau des Gai-DREADDs inhibe la signalisation en aval de l’EPAC et de la PKA (voir Figure 1).

Le CNO est un métabolite de la clozapine, des études indiquent qu’il s’agit d’une conversion bidirectionnelle et que le CNO peut subir un métabolisme inverse en clozapine. Lorsque le CNO est administré aux concentrations nécessaires pour activer les DREADDs, la clozapine est ensuite capable d’activer les récepteurs endogènes (Gomez et al., 2017). La clozapine — un antipsychotique atypique – agit sur un éventail de cibles et entraîne de nombreux effets comportementaux différents.

Les rats, les souris, les humains, les primates non humains et les cobayes montrent tous le métabolisme réversible du CNO en clozapine (Gomez et al., 2017; Manvich et coll., 2018). En raison du métabolisme inverse potentiel du CNO, les études de relation structure-activité ont évolué pour développer des ligands stables et alternatifs.

Le puissant ligand DREADD — l’agoniste DREADD 21 — a été initialement analysé pour son activité contre l’hM3Dq. Le médicament approuvé perlapine a été identifié comme un puissant agoniste du hM3Dq dans la même recherche. Au Japon, ce médicament a été approuvé comme sédatif et hypnotique (Chen et al., 2015). Il a été démontré par la suite que la perlapine et l’agoniste DREADD21 étaient de puissants agonistes de hM4Di, hM3Dq et hM1Dq avec peu ou pas d’activité hors cible. De plus, l’agoniste DREADD 21 a été testé in vivo, dans lequel il a été démontré qu’il activait les neurones exprimant l’hM3Dq et inhibait l’activité des neurones exprimant l’hM4Di (Thompson et al., 2018).

Suite au développement des DREADDs muscariniques, un DREADD inhibiteur a été créé à partir du récepteur κ-opioïde (KORD). L’activation de cette DREADD inhibitrice est obtenue par la liaison du ligand Salvinorine B, ce qui entraîne l’inhibition de l’activité neuronale par la signalisation Gai. Pour permettre un contrôle bidirectionnel de l’activité neuronale, KORD peut être utilisé à côté, activant des DREADDs comme hM3Dq (Vardy et al., 2015).

Certaines caractéristiques communes à tous les DREADDs les rendent appropriés pour une application dans des expériences de neurosciences. Premièrement, les DREADD ne présentent aucune réponse aux ligands endogènes en raison de mutations génétiques au sein de leurs sites de liaison aux ligands qui éliminent la liaison, ce qui implique que toute activité des DREADD ne sera due qu’aux applications du ligand DREADD spécifique. Deuxièmement, l’expression in vitro ou in vivo des DREADDs n’a aucun impact sur les comportements de base, la fonction neuronale ou l’activité cellulaire, avant l’ajout du ligand DREADD (Sternson & Roth, 2014).

PSAMs / PSEMs

Alors que les DREADDs et les RASSL sont basés sur des RCPG, des canaux ioniques modifiés nommés Modules d’Actionneur Pharmacologiquement sélectifs (PSAMs) ont également été utilisés pour moduler l’activité des neurones. Les PSAM sont basées sur des études indiquant qu’il est possible de transplanter le domaine de liaison au ligand extracellulaire du récepteur ACH nicotinique α7 (nAChR) sur le domaine des pores ioniques d’autres canaux ioniques à déclenchement ligand. Lorsque le domaine de liaison au ligand α7 nAChR est épissé avec le domaine de pores ioniques du récepteur 5-HT3, un canal ionique avec une pharmacologie α7 nAChR est produit mais avec des propriétés de conduction du cation 5-HT3 (Eiselé et al., 1993).

De même, l’épissage du domaine de liaison du ligand α7 nAChR avec le domaine des pores ioniques du récepteur sélectif de la glycine chlorhydrique (GlyR) produit un canal de chlorure réactif à l’ACh (Grutter et al., 2005). La mutation sélective du domaine de liaison du ligand α7 nAChR génère par conséquent des canaux ioniques PSAM, qui ne montrent aucune liaison ACh, mais sont toujours liés sélectivement par des composés appelés Molécules Effectrices Pharmacologiquement Sélectives (PSEM).

Des PSAMs ou canaux ioniques chimériques permettant la régulation de la conductance des anions ou des cations ont été produits par la combinaison du domaine de liaison du ligand α7 nAChR muté (hébergeant deux ou une mutation) avec le domaine des pores ioniques de plusieurs canaux ioniques variés. Ces chimères PSAM sont nommées en fonction de leurs mutations ainsi que du domaine de pores ioniques liés — PSAML141F, Y115F-GlyR, PSAML141F-GlyR, PSAML141F, Y115F-GABAC et PSAML141F, Y115F-5-HT3. L’activation de l’activité neuronale est permise par des chimères contenant du 5-HT3, alors que les chimères contenant du GABAC et du GlyR sont inhibitrices (voir Figure 2) (Magnus et al., 2011; Sternson & Roth, 2014).

Figure 2. Mécanisme d’action des PSEMs. Les PSAMS activateurs sont composés d’un domaine de liaison au ligand α7 nAChR muté épissé avec le domaine de pores ioniques d’un canal sélectif aux cations, tel que le 5-HT3. La liaison des PSEMs à l’activation des PSAMs entraîne un afflux de cations et l’activation de l’activité neuronale. Les PSAMs inhibiteurs sont composés d’un domaine de liaison au ligand α7 nAChR muté épissé avec le porédomaine d’ions d’un canal sélectif d’anions, tel que le GlyR. La liaison des PSEMs aux PSAMs inhibiteurs entraîne un afflux d’anions et une inhibition de l’activité neuronale. Crédit d’image: Tocris Bioscience

Revues scientifiques pour plus de lecture

• Campbell & Marchant (2018) L’utilisation de la chimiogénétique en neurosciences comportementales: variantes des récepteurs, approches de ciblage et mises en garde. Br J Pharmacol. 175, 994.
• Roth (2016) DREADDs pour les neuroscientifiques. Neurone. 89, 683.
• Magnus et al. (2011) Génie chimique et génétique des interactions sélectives des canaux ligand-ion. Sciences. 333, 1292.
• Sternson & Roth (2014) Outils chimiogénétiques pour interroger les fonctions cérébrales. Annu Rev Neurol. 37, 387.

1. Armbruster et coll. (2007) Ont fait évoluer la serrure pour l’adapter à la clé afin de créer une famille de récepteurs couplés à la protéine G activés de manière puissante par un ligand inerte. Proc Natl Acad Sci États-Unis. 104, 5163.
2. Atasoy et al. (2012) Déconstruction d’un circuit neuronal pour la faim. Nature. 488, 172.
3. Boyden et coll. (2005) Milliseconde – échelle de temps, contrôle optique génétiquement ciblé de l’activité neuronale. Nat Neurosci. 8, 1263.
4. Bradley & Tobin (2016) Conception de médicaments récepteurs couplés aux protéines G de nouvelle génération: lier une nouvelle pharmacologie et des modèles animaux in vivo. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 56, 535.
5. Bradley et coll. (2018) L’utilisation d’approches chimiogénétiques pour étudier les rôles physiologiques des récepteurs muscariniques de l’acétylcholine dans le système nerveux central. Neuropharmacologie. 136, 421.
6. Chen et al. (2015) Les premières études de relation structure-activité pour les récepteurs de concepteur activés exclusivement par des médicaments de concepteur. ACS Chem Neuroscience. 6, 476.
7. Coward et al. (1998) Contrôle de la signalisation à l’aide d’un récepteur couplé à un Gi spécialement conçu. Proc Natl Acad Sci États-Unis. 95, 352.
8. Eiselé et al. (1993) Le récepteur nicotinique-sérotoninergique chimérique combine la liaison au ligand et les spécificités des canaux. Nature. 366, 479.
9. Ge et coll. (2017) Les projections glutamatergiques du cortex entorhinal au gyrus denté dorsal ont permis de rétablir la recherche d’héroïne induite par le contexte. Neuropsychopharmacologie. 42, 1860.
10. Gomez et coll. (2017) La chimiogénétique a révélé: l’occupation et l’activation des DREADD via la clozapine convertie. Sciences. 357, 503.
11. Grutter et al. (2005) Réglage moléculaire de la gâchette rapide dans les canaux ioniques à ligand pentamérique. Proc Natl Acad Sci États-Unis. 102, 18207.
12. Jiang et al. (2018) Les neurones cholinergiques du septum médial maintiennent des comportements de type anxiété induits par une douleur inflammatoire chronique. Neurosci Lett. 671, 7.
13. Manvich et al. (2018) L’agoniste de DREADD, le N-oxyde de clozapine (CNO), est métabolisé par voie inverse en clozapine et produit des effets de stimulus interoceptifs de type clozapine chez le rat et la souris. Sci Rep. 8, 3840.
14. Rapanelli et coll. (2017) Modulation de l’histamine des circuits des ganglions de la base dans le développement du toilettage pathologique. Proc Natl Acad Sci États-Unis. 114, 6599.
15. Sasaki et al. (2011) La modulation pharmacogénétique des neurones à orexine modifie les états de sommeil / éveil chez la souris. PLoS Un. 6, e20360.
16. Schwartz et coll. (2017) La régulation Cortico-accumbens du comportement d’évitement d’approche est modifiée par l’expérience et la douleur chronique. Cellule Rep. 19, 1522.
17. Thompson et coll. (2018) L’agoniste DREADD 21 (C21) est un agoniste efficace pour les DREADDs à base muscarinique in vitro et in vivo. ACS Pharmacol Transl Sci. Epub avant l’impression.
18. Vardy et al. (2016) Un nouveau DREADD facilite l’interrogation chimiogénétique multiplex du comportement. Neurone. 86, 936.
19. Varela et al. (2016) Suivi du rôle dépendant du temps de l’hippocampe dans le rappel de mémoire à l’aide de DREADDs. PLoS Un. 11, e0154374.
20. Zhang et coll. (2007) Interrogation optique rapide multimodale des circuits neuronaux. Nature. 446, 633.

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