Capillaria Ova et Diagnostic de l'infection à Trichuris trichiura chez l'Homme par Frottis de Kato-Katz, Libéria | Anne Marie

L’étude

Pour évaluer l’effet de l’administration massive de médicaments utilisant l’ivermectine et l’albendazole pour l’élimination de la filariose lymphatique sur la prévalence et l’intensité de la STH, nous avons collecté des échantillons de selles sur une période de 3 ans dans 2 zones différentes du district de Foya (comté de Lofa) dans le nord-ouest du Libéria et dans le district de Harper (Maryland Comté) dans le sud-est du Libéria (10). Nous avons examiné un seul échantillon de selles par sujet par microscopie (grossissement × 100) avec des frottis de Kato-Katz en double (gabarit de 41 mg). Nous avons conservé des aliquotes de spécimens sélectionnés au hasard sur des cartes FTA (GE Healthcare, Little Chalfont, Royaume-Uni) ou en RNAlater (ThermoFisher, Waltham, MA, États-Unis) et les avons expédiés à la Faculté de médecine de l’Université de Washington (St. Louis, MO, États-Unis) pour analyse par qPCR. Deux microscopistes expérimentés (L.G., A.T. Momolu) ont examiné les échantillons par frottis de Kato-Katz dans les deux zones d’étude. Pour la détection de la STH par qPCR, nous avons extrait de l’ADN de ≈100 mg de selles et l’avons testé comme décrit par Pilotte et al. (5) avec un thermocycleur Quantstudio 6 Flex (Applied Biosystems, Carlsbad, CA, USA) et TaqMan Fast Advanced Mastermix (Applied Biosystems). Nous avons utilisé les amorces et sondes suivantes pour détecter l’ADN de Schistosoma mansoni : amorce avant 5′ – TGTGGGAGTCTTTGGTTGTTGTT-3′, amorce inverse 5′ -CAACATGACTGGGAACAGGA-3′, sonde 5′ – AGGTTCAGGTGG/ZEN/GTGTGTTACGAA-31ABkFQ-3′.

Nous avons testé 353 échantillons de selles du district de Foya par frottis Kato-Katz; 31 (8,8%) étaient positifs pour A. œufs de lumbricoides, 231 (65,4%) pour les œufs d’ankylostome, 27 (7,6%) pour les œufs de type T. trichiura et 276 (78,2%) pour les œufs de S. mansoni. Nous avons testé 225 échantillons du district de Harper par frottis Kato-Katz; 163 (72,4 %) étaient positifs pour les œufs d’A. lumbricoides, 65 (28,9 %) pour les œufs d’ankylostome et 51 (22,7 %) pour les œufs de T. trichiura (tableau 1). Il y avait un bon accord entre les résultats des tests Kato-Katz et qPCR pour les échantillons de Harper (80,5% -91,6%), mais généralement qPCR avait une sensibilité plus élevée. Nos résultats étaient conformes aux résultats précédemment rapportés avec des échantillons provenant d’autres régions (3,11). L’accord entre les 2 tests diagnostiques pour les échantillons de Foya variait de 77,3% à 92,9%, mais la sensibilité du qPCR était étonnamment faible, ce qui était particulièrement vrai pour l’infection à Ascaris et à Trichuris (tableau 1). Alors que les échantillons positifs pour Ascaris par Kato-Katz mais négatifs par qPCR présentaient un faible nombre d’œufs, les échantillons positifs pour Trichuris par Kato-Katz mais négatifs par qPCR présentaient un nombre plus élevé; 7 échantillons contenaient > 1 000 œufs en forme de tonneau / g de selles (tableau 2). Nous avons répété l’extraction de l’ADN et le qPCR et avons également utilisé un qPCR alternatif pour T. trichiura (3), mais ces tests n’ont pas amélioré l’accord entre les résultats de microscopie et de qPCR.

Pour vérifier plus en détail si des échantillons de selles Kato-Katz positifs et qPCR négatifs contenaient des œufs de T. trichiura, nous avons examiné des frottis directs d’échantillons de selles conservés au RNAlater par microscopie (grossissement ×100 et ×400) (Figure). Les échantillons positifs par qPCR contenaient des œufs (6 mesurés) présentant une morphologie typique de T. trichiura; ces œufs avaient une longueur moyenne (±ET) de 52 µm (±2,4 µm) et une largeur de 25,5 µm (±1,3 µm). En revanche, les échantillons qPCR-négatifs contenaient des œufs (31 mesurés) d’une longueur moyenne (±ET) de 51,8 µm (±1,5 µm) et d’une largeur de 32,7 µm (±2,1 µm). Les échantillons négatifs au qPCR présentaient également des bouchons moins prononcés et une coquille épaisse et striée, caractéristiques qui sont compatibles avec les œufs de Capillaria hepatica (syn. Calodium hepaticum) et d’autres espèces de Capillaria (Trichuridae). Oeufs de C. philippinensis ou C. les aérophiles précédemment observés dans des échantillons de selles humaines étaient soit plus petits, soit plus gros que les œufs de Capillaria trouvés chez Lofa (12,13). Parce que les bouchons polaires de ces œufs sont moins proéminents que ceux de T. trichiura, et parce que leurs formes sont parfois plus ovales ou rondes, ils peuvent également être confondus avec les œufs d’A. lumbricoides par microscopie de faible puissance, surtout si seulement quelques œufs ont été détectés (Figure).

Œufs d’helminthes trouvés dans des échantillons de selles de personnes du comté de Lofa, au Libéria. A, B) Œufs de Trichuris trichiura dans des échantillons positifs pour T. trichiura par frottis Kato-Katz et par qPCR. C – F) Œufs de Capillaria spp. dans les échantillons positifs pour T. trichiura par frottis de Kato-Katz mais négatifs pour T. trichiura par qPCR. G) Œuf de Capillaria spp. dans l’échantillon positif pour Ascari lumbricoides par frottis Kato-Katz mais négatif pour A. lumbricoides par qPCR. H) Œuf d’A. lumbricoides dans l’échantillon positif pour A. lumbricoides par frottis Kato-Katz et qPCR. Les barres d’échelle indiquent 20 µm. qPCR, PCR quantitative.

Les membres de la sous-famille des Capillaridae sont des parasites animaux aux cycles de vie quelque peu divergents, et la plupart n’infectent pas les humains. Des pseudoinfections avec C. hepatica se produisent; les œufs trouvés dans les selles sont présents parce qu’ils ont été consommés dans le foie d’animaux infectés. Cependant, les infections réelles par C. hepatica ne conduisent pas au passage des œufs dans les selles (9). D’autres espèces telles que C. philippinensis provoquent de véritables infections (et une auto-infection) avec des œufs trouvés dans les selles; l’infection est liée à la consommation de poisson cru. La capillariose humaine n’a pas été signalée au Libéria et seuls des rapports de cas isolés ont été publiés en Afrique subsaharienne (7-9). Nous avons effectué un séquençage de l’ADN pour mieux caractériser les espèces de Capillaria présentes à Foya. En utilisant les amorces Kt875351.1 (5′-CCCTAGTTGCGACTTTAAACGA-3′) et Capillaria 18S1R (5′-TCCACCAACTAAGAACGGCC-3′), nous avons pu amplifier et séquencer une portion de 288 pb de l’ADNr 18S provenant d’échantillons négatifs de T. trichiura qPCR qui ne contenaient que des œufs morphologiquement identifiés comme Capillaria spp. (Numéro d’adhésion de GenBank. MG859285). Le fragment d’ADN était identique à 100 % aux orthologues de C. hepatica (accession no. MF287972.1), Aonchotheca putorii (C. putorii) (no d’adhésion. LC052356.2), et Pearsonema plica (C. plica) (no d’adhésion. MF621034.1), des espèces de vers à Capillaria qui ont des cycles de vie et des espèces hôtes variables mais qui ne sont identiques qu’à 95% à l’orthologue de T. trichiura.

Le cycle de vie et l’importance médicale des espèces de Capillaria présentes chez l’homme dans le nord-ouest du Libéria restent à élucider. Dans notre étude, certains sujets ont montré des charges élevées d’œufs de Capillaria qui peuvent indiquer une véritable infection plutôt qu’une pseudoinfection. Cependant, des nombres élevés transitoires d’ovules ont été rapportés chez les personnes atteintes de pseudoinfections (7). Alors que la consommation de viande de brousse à Foya est courante, la consommation de poisson cru ou insuffisamment cuit, nécessaire à la transmission de C. philippinesis, est rare.