Bien que la plupart des travaux sur les infections à chlamydia chez les petits ruminants concernent des brebis, la chlamydiose a un impact économique et de santé publique dans de nombreux élevages caprins à travers le monde. Les avortements à chlamydia ont été signalés pour la première fois en Allemagne en 1959.Après cela, la maladie a été diagnostiquée en Bulgarie, en Espagne, aux États-Unis, en France, en Inde, au Japon, au Royaume-Uni, au Tchad, en Grèce et en Tunisie. Dans de nombreux domaines, l’avortement à chlamydia est la deuxième cause d’avortements infectieux après la brucellose, et la principale cause dans la plupart des pays où la brucellose est contrôlée
Étiologie
La maladie est due à une petite bactérie à Gram négatif, Chlamydia psittaci, qui se développe dans le cytoplasme des cellules eucaryotes dans un cycle de développement unique dans lequel une forme infectieuse résistante, les corps élémentaires (EB) alternent avec une forme non infectieuse métaboliquement active. corps réticulés (RB). L’EB se fixe à la membrane de la cellule hôte et favorise sa propre endocytose dans une vacuole membranaire limitée appelée inclusion, qui ne fusionne pas avec les lysosomes. Ensuite, l’EB se transforme en RB, qui se réplique par fission binaire. Après plusieurs divisions, les RBs, qui remplissent toute l’inclusion, se transforment à nouveau en EBs infectieux. Ces EBs sont libérés par lyse de la cellule hôte ou extrusion de l’inclusion hors de la cellule hôte.
Taxonomie
Chlamydia psittaci est l’une des quatre espèces du genre Chlamydia, qui comprend également Chlamydia trachomatis, Chlamydia pneumoniae et Chlamydia pecorum.
Chlamydia trachomatis et Chlamydia pneumoniae sont toutes deux des agents pathogènes humains. C. psittaci infecte une grande variété d’oiseaux, de mammifères et parfois d’humains et C. pecorum contamine les ruminants, les porcs et les koalas. Chez les brebis et les chèvres, C. pecorum provoque une pneumonie, une conjonctivite et de l’arthrite, mais est très souvent isolé d’infections intestinales asymptomatiques.
Sauf dans de très rares cas, les souches induisant l’avortement chez les chèvres appartiennent au sérotype 1 de C. psittaci, qui est également responsable de pneumonie, de conjonctivite et d’arthrite et parfois d’infections intestinales sans aucun signe clinique. L’espèce C. psittaci est très hétérogène et avant l’apparition de la quatrième espèce C. pecorum.
Les analyses phylogénétiques des gènes de l’ARNr 16S et 23S suggèrent l’existence de neuf espèces différenciées chez les Chlamydiacées, et lead Everett et al., de proposer la création de deux nouveaux genres Chlamydia et Chlamydophila. Le genre Chlamydia, qui correspond à l’ancienne dénomination Chlamydia trachomatis comprend 3 espèces : C. trachomatis (souches humaines), C suis (souches porcines apparentées à C. trachomatis isolées à partir d’avortements spontanés, d’infections vaginales et de pneumonies) et C. muridarum (souches souris-hamster).
Le genre Chlamydophila regroupe 6 espèces : C. pneumoniae, C. pecorum, C. psittaci (souches aviaires antérieures de Chlamydia psittaci), C. caviae, agent de la conjonctivite d’inclusion du cobaye (GPIC), C. felis (souches de C. psittaci infectant les chats) et C. abortus (souches classiques de Chlamydia psittaci de sérotype 1). Les résultats sont en accord avec ceux obtenus par des analyses phylogénétiques de cinq autres gènes codants (GroEL, KDO-transférase, MOMP, protéine riche en cystéine de 60 kDa et lipoprotéine riche en cystéine) et les propriétés biologiques des souches. L’analyse de polymorphisme de longueur de restriction (RFLP) du domaine d’espacement intergénique ribosomique des gènes de l’ARNr 16S-23S fournit une méthode rapide et reproductible pour identifier et classer les souches de chlamydia chez la nouvelle espèce. Cependant, certains membres de la communauté scientifique ne sont pas d’accord avec la proposition d’une nouvelle taxonomie de la chlamydia, car elle ne prend pas en compte l’ensemble du génome de la bactérie.
Signes cliniques
La chlamydiose est cliniquement caractérisée par un avortement au cours des derniers mois de la grossesse, des mortinaissances ou des naissances prématurées d’enfants faibles ayant un faible poids à la naissance. Les avortements se produisent sans signes cliniques spécifiques antérieurs, même si certaines chèvres peuvent développer une toux persistante sans essoufflement, ou de l’arthrite et une kératoconjonctivite. Dans les infections expérimentales, de légères pertes vaginales ont été observées la veille de l’avortement sur certaines chèvres. Les placentas retenus et les métrites ne sont pas habituels, même s’ils sont plus fréquents que chez les brebis. Après l’avortement, les chèvres peuvent récupérer rapidement ou présenter une décharge brune du vagin. Dans les infections expérimentales ou dans certaines infections naturelles avec un taux élevé d’avortements, seulement 50% ou moins des chèvres qui ont avorté se sont rétablies rapidement alors que la maladie post-avortée chez les brebis est inhabituelle. Cela pourrait être dû à des différences de virulence entre les souches car on en sait très peu sur les mécanismes de virulence des souches. Aucune différence de virulence n’a pu être démontrée dans les modèles murins entre les souches ovines et caprines, mais le polymorphisme amplifié de la longueur des fragments (AFLP) a révélé des différences génomiques entre la souche caprine AC1 et les souches ovines de C. psittaci de sérotype 1.
Bien que nous ayons démontré que l’entretien de chèvres infectées pouvait entraîner des taureaux infectés, jusqu’à présent, aucune épiddymite due à C. psittaci n’a été décrite chez les taureaux. Cela est probablement dû au très petit nombre d’études sur la chlamydiose caprine plutôt qu’à une plus grande sensibilité des béliers et des taureaux aux infections à chlamydia.
Dans un troupeau nouvellement infecté, le taux d’avortement est sévère. Souvent, 30% ou plus, parfois 90% des femmes enceintes peuvent avorter et la production de lait peut diminuer. Le taux élevé d’avortement est observé pendant 2 ou 3 ans après quoi la maladie prend un caractère cyclique: 10% des femelles gestantes avortent chaque année pendant plusieurs années jusqu’à ce qu’une nouvelle épidémie se produise, puis tous les yearlings avortent. Le haut niveau d’immunité produit après l’avortement est responsable de l’évolution cyclique de la maladie dans le troupeau: il est exceptionnel qu’une chèvre avorte deux fois. Papp et Shewen ont montré que certaines des brebis avortées peuvent devenir infectées de manière chronique. Les antigènes chlamydiaux et l’ADN peuvent être détectés dans le vagin, l’utérus et les trompes utérines pendant la période péri-ovulatoire des brebis qui ont avorté. Aucune recherche n’a été effectuée pour déterminer l’incidence des infections chroniques dans les troupeaux de chèvres.
Le fœtus ne présente pas de lésion macroscopique spécifique. Les enfants livrés à terme peuvent être couverts par du matériel brun. Un œdème diffus clair ou taché de sang, des liquides tachés de sang dans les cavités abdominales et pleurales et des pétéchies sur la langue, dans la cavité buccale et sur les sabots sont souvent observés.
Transmission de la maladie
Infected fait excrété un grand nombre de Chlamydiae dans le placenta et les liquides fœtaux au moment de la plaisanterie et au moment de l’avortement. Certaines chèvres peuvent perdre de la Chlamydia dans les sécrétions vaginales de plus de deux semaines avant l’avortement à plus de deux semaines après l’avortement. Cela peut expliquer l’incidence plus élevée de l’avortement chez les troupeaux de chèvres nouvellement infectés, car la sensibilité à l’infection varie en fonction de l’état physiologique de l’animal. Les chèvres enceintes de moins de 100 jours sont plus sensibles que celles en fin de gestation ou stériles. De plus petites quantités de Chlamydia peuvent également être rejetées dans l’urine, le lait et les matières fécales pendant plusieurs jours après l’avortement.
Les jeunes chèvres nées de mères infectées peuvent conserver l’infection dans le troupeau ou la transmettre à d’autres troupeaux. L’enquête menée auprès d’un groupe de 27 jeunes d’un an dans un troupeau infecté au cours de leur première année de vie a démontré comment ils pouvaient propager la maladie en n’étant pas détectés par leur réponse sérologique. Ces jeunes chèvres pourraient être divisées en 3 groupes selon la gestation / parturition. Le premier groupe était normalement un enfant vivant, le deuxième groupe était stérile ou avait avorté trop tôt pour être détecté et dans le troisième groupe, des chèvres avaient avorté. Les anticorps de fixation du complément (CF) des deux premiers groupes ont augmenté pour atteindre un maximum (1/80 – 1/160) au moment de la reproduction, puis les niveaux d’anticorps ont diminué jusqu’au moment de la plaisanterie. Le troisième groupe avait un titre d’anticorps contre la mucoviscidose Le rôle de la transmission vénérienne de la chlamydiose par les mâles doit encore être étudié. Cependant, les infections génitales chez les béliers et les taureaux entraînent une infertilité et une stérilité masculines plutôt qu’un avortement chez les femelles. Le rôle que la maladie joue dans l’infection intestinale inapparente et son influence dans l’épidémiologie de l’avortement à chlamydia doivent être explorés. L’identification récente de marqueurs moléculaires pour les souches intestinales caprines permettrait de telles études.
Diagnostic
Le diagnostic est généralement réalisé par la détection de bactéries dans les frottis ou l’empreinte du placenta combinée à une analyse sérologique d’au moins dix échantillons de sérums.
La coloration de la Chlamydia par les méthodes Stamp, Gimenez ou Machiavello est rapide et peut être entreprise facilement dans la plupart des laboratoires mais son interprétation est souvent délicate car elle nécessite une personne expérimentée pour différencier la Chlamydia de Brucella et Coxiella. L’immunofluorescence à l’aide de conjugués d’immunoglobulines marqués par un isothiocyanate marqué par fluorescence augmente la sensibilité et la spécificité de la détection de la chlamydia dans les frottis ou les empreintes de placenta.
La présence d’antigènes chlamydiaux dans le placenta moulu ou les écouvillons vaginaux prélevés juste après l’avortement peut être détectée par ELISA avec des kits de diagnostic développés pour les infections à C. trachomatis humaines.
En médecine humaine, la réaction en chaîne par polymérase (PCR) ou sa variation, la réaction en chaîne par ligase (LCR) sont considérées comme les méthodes de diagnostic les plus sensibles disponibles pour le diagnostic de la Chlamydia. Plusieurs amorces communes à tout type de Chlamydia, comme Omp1, le gène codant pour la protéine principale de la membrane externe, ou spécifiques de C. psittaci ou de C. pecorum ou des souches de C. psittaci de sérotype 1 ont été développées pour une application vétérinaire. Mais cette technique reste coûteuse.
Le test de fixation du complément (TFC) est le plus largement utilisé et considéré comme l’étalon-or pour le diagnostic sérologique. Cependant, le CFT n’est pas très sensible et pas spécifique car le test utilise un antigène i commun à C. pecorum, que la plupart des chèvres hébergent dans leur intestin. Par conséquent, les réactions positives avec des titres compris entre 1: 10 et 1: 40 ne sont pas spécifiques à l’avortement mais peuvent être liées à une infection intestinale par C. pecorum. Le test CFT doit de préférence être effectué 3 à 6 semaines après l’avortement ou l’agnelage, lorsque la réponse anticorps est à son niveau maximal. Le test CFT ne peut pas être utilisé pour le diagnostic individuel ou pour détecter une infection chez les jeunes ou chez les hommes.
Plusieurs tentatives ont été entreprises pour développer des techniques plus spécifiques, qui permettraient de faire la distinction entre les infections à C. psittaci et à C. pecorum. Cependant, aucun de ces tests n’était suffisamment sensible et spécifique. Récemment, un nouveau test immuno-enzymatique indirect (ELISA) basé sur un antigène recombinant qui exprime une partie d’une protéine de 80 à 90 kDa a été développé. Le test réagit avec les anticorps sériques déclenchés précocement contre ces protéines multigéniques hautement immunogènes de la famille. Ce test a une sensibilité élevée et une spécificité élevée.
Traitement
Les tétracyclines affectent la réplication de la chlamydia et peuvent être efficaces pour prévenir les avortements. L’injection de 20 mg/kg d’oxytétracycline par voie intramusculaire à 105 et 120 jours de grossesse peut prévenir l’avortement mais ne peut empêcher l’excrétion de la chlamydia au moment de la grossesse.
Vaccination
Les vaccins tués pourraient réduire l’incidence de l’avortement mais pas l’excrétion des Chlamydias au moment de la blague. L’avortement induit une immunité suffisamment forte pour résister aux défis ultérieurs, un vaccin vivant constitué d’un mutant thermosensible de souches de C. psittaci a été développé. Les chèvres sensibles ont été vaccinées avant l’accouplement et aucune interférence avec la gestation subséquente n’a été notée. Les chèvres ont été protégées contre l’avortement à chlamydia et l’excrétion de chlamydia lors de la plaisanterie a été empêchée. Néanmoins, lorsque toutes les chèvres d’un troupeau infecté sont vaccinées la première année et que tous les animaux de remplacement sont vaccinés les années suivantes, il peut s’écouler environ 3 ans avant que les avortements cessent. Cela est dû à une infection latente chez les chèvres, des chèvres infectées avant la vaccination mais qui n’avaient pas avorté. La vaccination ne changera pas le cours d’une infection latente. Ces chèvres peuvent avorter ou donner des enfants sains ou infectés à terme et peuvent ou non perdre des chlamydias. Tant que des chèvres avec une infection latente sont présentes dans un troupeau, il n’est pas conseillé d’arrêter la vaccination (sinon les avortements recommenceraient), ni de vendre des animaux vaccinés, sauf aux éleveurs qui vaccinent régulièrement leur troupeau.
Perspectives d’avenir
Le développement d’un vaccin, aussi efficace que le vaccin vivant mentionné, qui protégerait et permettrait la détection sérologique des chèvres infectées dans les troupeaux vaccinés, serait très utile pour le contrôle de la maladie. La déplétion de l ‘ »antigène spécifique au diagnostic » du vaccin vivant n’est actuellement pas une option car les méthodologies génétiques et moléculaires appropriées ne sont pas encore disponibles et il semble difficile de supprimer cette famille de protéines. Pour ces raisons, un vaccin acellulaire, qui protège contre l’avortement et l’excrétion serait intéressant. Des études antérieures ont montré que les lymphocytes T et B sont impliqués dans l’immunité protectrice. Dans les modèles murins, les lymphocytes T CD8+ (Lyt 2+ chez la souris) jouent un rôle majeur dans la protection après le transfert des cellules de la rate apprêtées. À ce jour, C. les antigènes et épitopes des lymphocytes T psittaci sont inconnus. Bien qu’il faille faire preuve de prudence dans l’extrapolation des résultats de C. trachomatis à C. psittaci, plusieurs épitopes de lymphocytes T ont été identifiés sur la protéine majeure de la membrane externe (MOMP) de C. trachomatis
Le rôle des anticorps dans la prévention de l’infection placentaire et fœtale par C. psittaci a été démontré chez la souris. Le transfert passif de sérums polyclonaux spécifiques induit une immunité significative bien que inférieure à la protection médiée par les cellules T. Anticorps monoclonaux (Mab) qui neutralisent C. l’infectiosité des psittaci in vitro confère une immunité remarquable aux souris gravides après un défi intraveineux puisque l’avortement et la colonisation fœtale sont éliminés. L’immunité humorale est impliquée dans la protection. Son efficacité dépend de la concentration d’anticorps spécifiques contre l’épitope approprié. Tous les Mab protecteurs isolés à ce jour réagissent avec des épitopes conformationnels thermosensibles situés sur un oligomère MOMP.
Par conséquent, l’oligomère MOMP pourrait être un composant potentiel du vaccin. Il n’est cependant pas possible de produire cet antigène par extraction à partir de chlamydiés, car le coût de production dépasserait largement ce qu’un agriculteur jugerait abordable pour un vaccin caprin ou ovin. Par conséquent, d’autres méthodes de production de vaccins doivent être étudiées.
La génération d’oligomère MOMP recombinant peut être difficile. Le gène codant MOMP, Omp1, est bien caractérisé, mais l’expression de haut niveau du gène sur toute sa longueur à partir d’un promoteur non régulé est toxique pour E. coli. Pour cette raison, différentes stratégies expérimentales pour la génération des épitopes protecteurs ont été entreprises. Nous avons essayé d’imiter les épitopes protecteurs avec des anticorps monoclonaux anti-idiotypiques, ou un mimotope peptidique à contrainte conformationnelle, mais aucun d’entre eux n’était efficace. Nous avons décidé d’évaluer la vaccination des souris avec un vaccin à ADN comme une vaccination par ADN avec des souris protégées par le gène MOMP contre C. trachomatis et des dindes contre C. psittaci. Jusqu’à présent, seule une protection partielle était obtenue mais des recherches plus poussées (sur le gène cible, la concentration d’ADN, la voie de vaccination, etc.) est nécessaire pour savoir si les souris pourraient être protégées avec un vaccin à ADN aussi efficacement qu’avec un vaccin vivant.